Nature volume 610、pages 319–326 (2022)この記事を引用
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自己組織化神経オルガノイドは、ヒトの発生と疾患をモデル化するための有望な in vitro プラットフォームです 1,2,3,4,5。 しかし、オルガノイドには生体内に存在する接続性が欠けているため、成熟が制限され、行動を制御する他の回路との統合が不可能になります。 今回我々は、新生児無胸腺ラットの体性感覚皮質に移植されたヒト幹細胞由来の皮質オルガノイドが、感覚および動機関連回路に統合される成熟細胞型を発達させることを示す。 MRI では、複数の幹細胞株および動物にわたる移植後のオルガノイドの成長が明らかになり、一方、単核プロファイリングでは皮質形成の進行と活性依存性の転写プログラムの出現が示されます。 実際、移植された皮質ニューロンは、in vitro の対応物よりも複雑な形態学的、シナプスおよび固有の膜特性を示し、これにより、ティモシー症候群患者由来のニューロンの欠陥の発見が可能になります。 解剖学的および機能的追跡により、移植されたオルガノイドが視床皮質および皮質皮質からの入力を受け取ることが示され、神経活動の生体内記録により、これらの入力がヒト細胞において感覚応答を生じ得ることが実証された。 最後に、皮質オルガノイドはラットの脳全体に軸索を伸ばし、その光遺伝学的活性化が報酬を求める行動を促進する可能性があります。 したがって、移植されたヒト皮質ニューロンは成熟し、行動を制御する宿主回路に関与します。 私たちは、このアプローチが、他の方法では明らかにできない患者由来細胞の回路レベルの表現型を検出するのに役立つと期待しています。
人間の脳の発達は、細胞が増殖、分化、移動し、配線して機能する神経回路を形成する驚くべき自己組織化のプロセスであり、その後感覚経験によって洗練されます1。 人間の脳の発達、特に病気の状況を理解する上での重大な課題は、脳組織へのアクセスの欠如です。 三次元 (3D) 培養で増殖させたヒト人工多能性幹 (hiPS) 細胞に指示シグナルを与えることにより、ヒト皮質オルガノイド (hCO; ヒト皮質スフェロイドとしても知られる) を含む、神経系の特定の領域に似た自己組織化オルガノイドを作成できます。生成される2、3、4、5、6。 ただし、神経回路の発達と機能を理解する上でのより広範な応用を制限するいくつかの制限があります。 特に、hCO の成熟が、生体内に存在する特定の微小環境や感覚入力の欠如によって制約されるかどうかは不明です。 さらに、hCO は行動出力を生成できる回路に統合されていないため、遺伝的に複雑で行動的に定義される神経精神疾患のモデル化における hCO の有用性は現在限定されています。
hCO を無傷の生きた脳に移植すると、これらの限界を克服できる可能性があります。 これまでの研究では、げっ歯類の皮質に移植されたヒトのニューロンが生存し、投影され、げっ歯類の細胞と結合することが実証されています7、8、9、10、11、12。 ただし、これらの実験は通常、成体動物で行われており、おそらくシナプスと軸索の統合が制限されています。 今回我々は、hiPS 細胞由来の 3D hCO を、初期の可塑的発生段階で免疫不全ラットの一次体性感覚皮質 (S1) に移植する移植パラダイムを紹介します。 移植された hCO (t-hCO) からのニューロンは、実質的な成熟を経て、感覚反応を引き起こすことができる視床皮質および皮質皮質の入力を受け取り、報酬を求める行動を駆動することができるラットの脳への軸索投射を拡張します。 t-hCO の高度な成熟により、L 型電位感受性カルシウム チャネル CaV1.2 (CACNA1C によってコードされる) の変異によって引き起こされる重度の遺伝病であるティモシー症候群 (TS) 患者由来のニューロンの欠陥が明らかになります 14。
0.05). We identified t-hCO in 81% of engrafted animals at approximately 2 months post-transplantation (n = 72 animals; hCO from 10 hiPS cell lines; hiPS cell lines are listed in Supplementary Table 1). Of these, 87% were located in the cerebral cortex (Fig. 1c). By performing consecutive MRI scans at multiple time points in the same transplanted rats, we found that t-hCO increased ninefold in volume over 3 months (Fig. 1d and Extended Data Fig. 1f). The survival rate of transplanted animals was high 12 months after transplantation (74%) (Extended Data Fig. 1g and Supplementary Table 2), and no discernible locomotor or memory deficits, gliosis or electroencephalogram (EEG) abnormalities were detected (Extended Data Figs. 1h–m and 3e)./p> 2, expressed in at least 10% of nuclei) in t-hCO glutamatergic neurons compared with hCO glutamatergic neurons. The dashed line denotes a q value of 0.05. i, UMAP visualization of GluN cell types of t-hCO using label transfer from the adult human motor cortex22 snRNA-seq reference dataset. CT, corticothalamic cell; ET, extratelencephalic cell; IT, intratelencephalic cell; NP, near-projecting./p> 2, expressed in at least 10% of nuclei) in t-hCO glutamatergic neurons compared with hCO glutamatergic neurons with gene sets of both early-response (ERG) and late-response (LRG) activity-dependent genes identified from an in vivo mouse study16 and human-specific LRGs from in vitro neurons17. The dashed line denotes Bonferroni-corrected P value of 0.05. h, GluN gene expression (pseudobulk and scaled for each gene) across snRNA-seq replicates of LRG genes significantly upregulated in t-hCO glutamatergic neurons. i, Immunostaining showing SCG2 expression in t-hCO (top) and hCO (bottom) neurons. White arrowheads indicate SCG2+ cells. Scale bar, 25 µm. Data are presented as mean ± s.e.m./p>0.2 on at least 2 consecutive training days./p>95% of total reads aligning to the human genome. b. snRNA-seq quality metrics showing the distribution of the number of counts, number of genes, and mitochondrial (MT) gene fraction per cell in each sample. MT gene fraction plotted as boxplots (horizontal line denotes median; lower and upper hinges correspond to the first and third quartiles; whiskers extend 1.5 times the interquartile range with outliers shown outside this range). Lines denote nuclei quality thresholds. c. Gene expression violin plots for selected marker genes in t-hCO. d. Same integrated UMAP as shown in Fig. 1g, colored by t-hCO sample. e. Cell type proportions across t-hCO samples colored by clusters. f. UMAP dimensional reduction visualization of all clustered high-quality hCO nuclei after Seurat integration (n = 3 t-hCO samples from 3 hiPS lines). g. Gene expression violin plots for selected marker genes. h. Same integrated UMAP as shown in panel f, colored by hCO sample. i. Cell type proportions across hCO samples colored by clusters. hCO and t-hCO from 2242-1 at day 227 are taken from the same differentiation batch maintained in parallel. Cyc. prog., cycling progenitor; Astroglia, astrocyte lineage cell; IPC, intermediate progenitor cell; GluN_UL, upper layer glutamatergic neuron; GluN_DL, deep layer glutamatergic neuron; GluN_DL/SP, deep layer and subplate glutamatergic neurons; RELN, Reelin neurons; IN, GABAergic neurons; Choroid, choroid plexus-like cells; Mening., meningeal-like cells./p>
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